NAD+ und NADH: Struktur, Redoxchemie und Biosynthese

NAD+ — Nicotinamidadenindinukleotid — gehört zu den wenigen Molekülen, die praktisch in jedem Kapitel einer Biochemievorlesung auftauchen. Es ist in jeder lebenden Zelle vorhanden, es ist der Elektronenakzeptor fast aller oxidativen Schritte des Katabolismus, und es ist zugleich das Ausgangsmaterial, das eine ganze Familie von Signalenzymen zerlegt und verwirft. Wer es richtig verstehen will, muss beide Rollen gleichzeitig im Blick behalten.

Dieser Artikel handelt vom Molekül und seiner Chemie: wie NAD aufgebaut ist, was in einer Redoxreaktion mit ihm geschieht, worin es sich von NADP unterscheidet, welche Enzyme es nutzen und woher eine Zelle es bezieht. Ein weiterer Artikel auf dieser Seite, der NAD+-Forschungsüberblick, behandelt NAD+ als Forschungsverbindung sowie die Literatur zu Sirtuinen und Alternsbiologie. Nichts hier beschreibt Anwendung am Menschen, Supplementierung, Dosierung oder therapeutische Ergebnisse.

NAD+ definiert: was das Molekül in der Biologie ist

NAD steht für Nicotinamidadenindinukleotid. Es ist ein Coenzym — ein kleines, nicht-proteinartiges organisches Molekül, das ein Enzym benötigt, um seine Reaktion auszuführen — mit einer Molekülmasse von etwa 663 g/mol. Seine biologische Funktion ist zweifach. Erstens, und am bekanntesten, ist es der universelle Elektronenüberträger des Katabolismus: das Molekül, das die von Zuckern, Fettsäuren und Aminosäuren abgezogenen Elektronen sammelt und an die Atmungskette weitergibt. Zweitens ist es der ADP-Ribose-Donor für eine Reihe von Enzymen, die es verbrauchen statt wiederzuverwerten, weshalb Zellen es fortlaufend neu synthetisieren müssen. Die Schreibweise NAD+ bezeichnet ausdrücklich die oxidierte Form, NADH die reduzierte; „NAD“ ohne Zusatz meint üblicherweise das Molekül unabhängig vom Redoxzustand.

Die Struktur von NAD: zwei Nukleotide und eine Pyrophosphatbrücke

Ein Nukleotid besteht aus einer stickstoffhaltigen Base, einem Zucker und einem Phosphat. NAD besteht aus zwei davon, Schwanz an Schwanz verbunden. Die eine Hälfte ist Nicotinamidmononukleotid (NMN): eine Nicotinamidgruppe an D-Ribose, die ein 5′-Phosphat trägt. Die andere Hälfte ist Adenosinmonophosphat (AMP): eine Adeninbase an ihrer eigenen D-Ribose, ebenfalls mit einem 5′-Phosphat. Die beiden 5′-Phosphate sind über eine Phosphorsäureanhydridbindung miteinander verknüpft und bilden so die Pyrophosphat- oder Diphosphatbrücke, die das Molekül zusammenhält. Die vollständige Inventarliste lautet also: ein Nicotinamidring, ein Adeninring, zwei Ribosen in der β-Furanoseform und zwei Phosphate. Beide Basen sind über β-N-glykosidische Bindungen an ihre Zucker gebunden — Adenin über sein N9, Nicotinamid über den Stickstoff seines Pyridinrings.

Genau dieses letzte Detail erklärt, warum der Nicotinamidring das arbeitende Ende des Moleküls ist. Die Bindung des Ringstickstoffs an den Zucker macht ihn zu einem quartären Stickstoff ohne freies Elektronenpaar, sodass er eine formale positive Ladung trägt. Das ist das „+“ in NAD+, und es macht den Pyridiniumring elektronenarm und damit zu einem guten Elektronenakzeptor. Alles jenseits der Pyrophosphatbrücke — das Adenin, die zweite Ribose — nimmt an der Chemie überhaupt nicht teil. Dieser Teil fungiert als molekularer Griff: ein großer, unverwechselbarer, negativ geladener Schwanz, an dem Enzyme ansetzen und an dem eine Dehydrogenase NAD von jedem anderen vorbeitreibenden Kleinmolekül unterscheidet. Das klassische Bindungsmotiv für diesen Griff ist die Rossmann-Faltung, eine βαβ-Einheit mit glycinreicher Schleife, die sich in Hunderten ansonsten nicht verwandter Dehydrogenasen findet.

Das Redoxpaar NAD+/NADH: NAD+ ist der Elektronenakzeptor

Ja, NAD+ ist ein Elektronenakzeptor, und NAD+ wird zu NADH reduziert. Die Übertragung ist ein einziges chemisches Ereignis: NAD+ nimmt ein Hydrid-Ion auf, geschrieben H−, also ein Proton, das zwei Elektronen mitführt, und dieses Hydrid addiert sich an das Kohlenstoffatom 4 des Nicotinamidrings. Wenn eine Dehydrogenase ihrem Substrat zwei Wasserstoffatome entzieht, wandert nur eines als Hydrid; das zweite wird als freies Proton in die Lösung abgegeben. Daher die Standardgleichung Substrat-H2 + NAD+ → Substrat + NADH + H+, und daher auch, dass die reduzierte Form NADH und nicht NADH2 geschrieben wird. Die chemische Folge ist einschneidend: Der aromatische Pyridiniumring wird zu einem nichtaromatischen 1,4-Dihydropyridin, und die positive Ladung verschwindet. Das Standardreduktionspotential des Paares beträgt etwa −0,32 V, was NADH an das elektronenreiche Ende der biologischen Redoxskala setzt und erklärt, warum es nahezu jeden nachgeschalteten Überträger reduzieren kann. Dehydrogenasen sind zudem stereospezifisch und liefern das Hydrid an eine bestimmte Seite von C4 — die klassische Unterscheidung zwischen A- und B-Seite.

An dieser Stelle taucht üblicherweise die Frage auf, ob NAD+ ein Substrat oder ein Produkt sei, und die ehrliche Antwort lautet: im gewöhnlichen Sinn weder noch. Es ist ein wiederverwerteter Cofaktor, mitunter auch Cosubstrat genannt: In der einen Reaktion steht es auf der Substratseite, in der nächsten auf der Produktseite, weil es zwischen zwei Formen wechselt, statt gebildet und zerstört zu werden. Glycerinaldehyd-3-phosphat-Dehydrogenase macht aus NAD+ NADH; Lactatdehydrogenase und Komplex I machen aus NADH wieder NAD+. Über einen ganzen Stoffwechselweg hinweg gibt es keinen Nettoverbrauch, und ein vergleichsweise kleiner Pool — das gesamte zelluläre NAD liegt typischerweise im Bereich einiger hundert Mikromol pro Liter — trägt einen enormen Fluss, weil er immer wieder umgesetzt wird. Verkompliziert wird das Bild dadurch, dass eine zweite Enzymklasse es tatsächlich verbraucht, indem sie das Molekül spaltet statt reduziert. Auf längerer Zeitskala ist NAD+ also sehr wohl ein verbrauchtes Substrat, das ersetzt werden muss.

Eine praktische Folge der Ringchemie verdient eigene Erwähnung, denn auf ihr beruht ein erheblicher Teil aller je durchgeführten Enzymtests. Der 1,4-Dihydropyridinring des NADH absorbiert ultraviolettes Licht bei etwa 340 nm mit einem molaren Extinktionskoeffizienten von rund 6220 M−1 cm−1, während der aromatische Ring des NAD+ dort überhaupt nicht absorbiert. Beide Formen absorbieren wegen des Adenins bei 260 nm, sodass 340 nm gezielt über die reduzierte Form berichtet. Jede Reaktion, die NADH bildet oder verbraucht, lässt sich daher in Echtzeit als steigende oder fallende Absorption bei 340 nm verfolgen, und Dehydrogenasereaktionen werden routinemäßig allein zu diesem Zweck an andere Enzyme gekoppelt. NADH fluoresziert überdies mit einer Anregung nahe 340 nm und einer Emission nahe 460 nm, NAD+ dagegen nicht, was denselben Kunstgriff auf die Mikroskopie überträgt.

NAD und NADP: ein Phosphat, zwei verschiedene Aufgaben

NADP steht für Nicotinamidadenindinukleotidphosphat. Strukturell ist es NAD mit einer Ergänzung: einer Phosphatgruppe, die an die 2′-Hydroxylgruppe der Ribose der Adenosinhälfte verestert ist und vom Enzym NAD-Kinase angebracht wird. Dieses Phosphat liegt weit vom Kohlenstoffatom 4 entfernt und verändert die Redoxchemie nicht: NADP+ nimmt ein Hydrid auf genau dieselbe Weise auf und wird zu NADPH. Was es verändert, ist die Erkennung. In vielen Enzymen mit Rossmann-Faltung bildet ein Aspartatrest Wasserstoffbrücken zu den freien 2′- und 3′-Hydroxylgruppen des NAD; NADP-bevorzugende Enzyme ersetzen diesen sauren Rest durch einen basischen, der die zusätzliche negative Ladung aufnimmt. Ein einziges Phosphat sortiert die beiden Coenzyme somit in zwei nahezu überschneidungsfreie Enzympopulationen, und die Zelle nutzt diese Trennung, indem sie beide in entgegengesetzten Redoxzuständen hält. Der NAD-Pool wird stark oxidiert gehalten, sodass NAD+ das NADH weit übertrifft und stets ein Akzeptor bereitsteht, damit der Katabolismus weiterläuft. Der NADP-Pool wird stark reduziert gehalten, sodass NADPH das NADP+ weit übertrifft und stets ein Donor für reduktive Chemie verfügbar ist.

NAD-abhängige Enzyme: Dehydrogenasen und NAD+-Verbraucher

Die klassischen NAD-abhängigen Enzyme sind die Dehydrogenasen, und sie beantworten zugleich die Frage, wo NADH entsteht. In der Glykolyse reduziert Glycerinaldehyd-3-phosphat-Dehydrogenase im Cytosol NAD+ zu NADH. In der mitochondrialen Matrix tut der Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex dasselbe, und der Citratzyklus wiederholt es pro Umlauf noch dreimal über Isocitrat-Dehydrogenase, α-Ketoglutarat-Dehydrogenase und Malatdehydrogenase. Die β-Oxidation der Fettsäuren steuert über die 3-Hydroxyacyl-CoA-Dehydrogenase ein weiteres NADH je Zyklus bei, und der Aminosäureabbau fügt über Enzyme wie die Glutamatdehydrogenase weiteres hinzu. Danach verlassen die Elektronen das Molekül: NADH wird von Komplex I der Atmungskette, der NADH:Ubichinon-Oxidoreduktase, wieder zu NAD+ oxidiert, die die Elektronen an Ubichinon weitergibt und die frei werdende Energie zum Protonenpumpen nutzt. Da die innere Mitochondrienmembran NADH nicht durchlässt, erreicht cytosolisches NADH die Kette indirekt über den Malat-Aspartat- und den Glycerin-3-phosphat-Shuttle. Kommt die Kette nicht nach, übernehmen gärende Enzyme die Regeneration: Lactatdehydrogenase oxidiert cytosolisches NADH zurück, damit der Glykolyse NAD+ zur Verfügung steht und sie weiterlaufen kann.

Die zweite Gruppe arbeitet nach völlig anderen Prinzipien. Sirtuine, PARPs und die NAD+-Glykohydrolasen reduzieren NAD+ nicht; sie spalten die N-glykosidische Bindung zwischen dem Nicotinamid und seiner Ribose, übertragen den ADP-Ribose-Anteil dorthin, wo er gebraucht wird, und setzen freies Nicotinamid frei. Sirtuine verbrauchen ein NAD+ je Protein-Deacylierung und erzeugen dabei Nicotinamid und 2′-O-Acyl-ADP-Ribose. PARPs übertragen ADP-Ribose-Einheiten auf Akzeptorproteine, wobei die Aktivierung von PARP1 durch DNA-Strangbrüche der meistuntersuchte Fall ist und den NAD+-Pool in Zellmodellen erheblich absenken kann. CD38, CD157 und das TIR-Domänen-Enzym SARM1 hydrolysieren oder cyclisieren NAD+ zu ADP-Ribose und cyclischer ADP-Ribose. Da all diese Enzyme das Molekül zerstören, ist der NAD+-Umsatz in einer Zelle schnell — in mehreren Zelltypen wird er auf einer Zeitskala von Stunden statt Tagen beschrieben — und die folgenden Biosynthesewege sind keine Formsache, sondern eine fortlaufende Notwendigkeit.

Woher kommt NAD+? Drei Wege zum selben Molekül

NAD+ stammt aus drei konvergierenden Biosynthesewegen, die alle damit enden, dass das Dinukleotid aus einem Mononukleotid-Zwischenprodukt aufgebaut wird. Nur einer von ihnen errichtet den Pyridinring von Grund auf; die beiden anderen beginnen mit einem Ring, der aufgenommen, resorbiert oder zurückgewonnen wurde. Der Konvergenzpunkt ist die Enzymfamilie NMNAT (Nicotinamidmononukleotid-Adenylyltransferase), die mithilfe von ATP die AMP-Hälfte an die Nicotinamid-Hälfte anfügt und in drei Isoformen mit unterschiedlichen Adressen vorliegt: NMNAT1 im Zellkern, NMNAT2 im Cytosol, NMNAT3 in den Mitochondrien. Diese Kompartimentierung ist bedeutsam, denn NAD+ ist ein großes geladenes Molekül, das Membranen nicht frei durchquert, sodass jedes Kompartiment seinen eigenen Pool unterhält.

• De-novo-Synthese aus Tryptophan über den Kynurenin-Weg. Tryptophan wird von IDO oder TDO zu N-Formylkynurenin geöffnet und über Kynurenin und 3-Hydroxyanthranilat bis zur Chinolinsäure verarbeitet, die die Chinolinat-Phosphoribosyltransferase zu Nicotinsäuremononukleotid umsetzt. Dies ist der einzige Weg, der den Ring selbst herstellt; er läuft vor allem in Leber und Niere und ist ineffizient — die klassische Lehrbuchäquivalenz liegt bei etwa 60 mg Tryptophan je 1 mg Niacin.
• Der Preiss-Handler-Weg aus Nicotinsäure. Die Nicotinat-Phosphoribosyltransferase kondensiert Nicotinsäure mit PRPP zu Nicotinsäuremononukleotid, NMNAT adenylyliert es zu Nicotinsäureadenindinukleotid, und die glutaminabhängige NAD-Synthetase amidiert dieses zu NAD+.
• Der Salvage-Weg aus Nicotinamid. Die Nicotinamid-Phosphoribosyltransferase (NAMPT) kondensiert Nicotinamid mit PRPP zu Nicotinamidmononukleotid, und NMNAT vervollständigt das Molekül. NAMPT ist der geschwindigkeitsbestimmende Schritt, und seine Hemmung in Zellkultur lässt die NAD+-Spiegel binnen Stunden einbrechen.
• Einstiegspunkte über Ribosid und Mononukleotid. Nicotinamidribosid wird von den Nicotinamidribosid-Kinasen NRK1 und NRK2 zu Nicotinamidmononukleotid phosphoryliert und tritt damit einen Schritt hinter NAMPT in den Salvage-Weg ein. Extrazelluläres NMN wird Berichten zufolge in der Regel vom Ektoenzym CD73 zum Ribosid dephosphoryliert, bevor es aufgenommen wird; ob daneben ein direkter NMN-Transporter arbeitet, ist in der Literatur weiterhin offen.

In den meisten Säugerzellen dominiert der Salvage-Weg, und der Grund dafür ist struktureller, nicht zufälliger Natur. Jede Reaktion eines Sirtuins, einer PARP oder von CD38 setzt ein Molekül Nicotinamid frei, sodass die Zelle laufend genau jenes Substrat erzeugt, das NAMPT benötigt. Der Salvage-Weg schließt diesen Kreis: Nicotinamid aus den verbrauchenden Enzymen zurück zu NMN und dann zu NAD+. Die De-novo-Synthese aus Tryptophan liefert außerhalb der Leber einen vergleichsweise kleinen Anteil, und der Preiss-Handler-Weg hängt davon ab, dass Nicotinsäure aus der Nahrung oder von der Darmmikrobiota eintrifft. Eine Zelle ohne Salvage-Kapazität kann dies über die beiden anderen Wege nicht schnell genug ausgleichen, und genau deshalb ist die NAMPT-Hemmung ein so verbreitetes experimentelles Werkzeug, um NAD+ in vitro zu erschöpfen.

Was die Evidenz nicht belegt

Alles Obenstehende ist gesicherte Biochemie, über Jahrzehnte enzymologischer und struktureller Arbeit etabliert, und es lohnt sich, ausdrücklich festzuhalten, dass die Marketingaussagen zu NAD+-Produkten daraus nicht folgen. Dass ein Molekül für den Stoffwechsel unentbehrlich ist, sagt nichts darüber aus, was geschieht, wenn man versucht, es zu erhöhen. Die Literatur belegt nicht:

• Anti-Aging-, Energie- oder Langlebigkeitsergebnisse beim Menschen. Berichte, dass das Gewebe-NAD+ mit dem Alter abnimmt, stammen weitgehend aus Tiermodellen und sind technisch schwer zu quantifizieren, da NAD+ labil ist und bei der Extraktion zerfällt; sie sind kein Beleg für einen Nutzen der Anhebung beim Menschen.
• Dass die Anhebung eines gemessenen NAD+-Metabolitenspiegels irgendein funktionelles Ergebnis erbringt. Studien zu Vorstufenmolekülen verwendeten in der Regel biochemische, nicht klinische Endpunkte.
• Dass von außen zugeführtes NAD+ den intrazellulären Pool unversehrt erreicht. NAD+ ist groß und geladen, überquert die Plasmamembran nicht frei, und extrazelluläres NAD+ wird überwiegend von Ektoenzymen abgebaut, bevor überhaupt etwas aufgenommen wird.
• Dosierung, Verabreichungswege oder Sicherheit beim Menschen — die hier beschriebene Biochemie behandelt nichts davon.
• Dass die Sirtuin- und Alternsbiologie-Befunde bei Hefe, Würmern, Fliegen und Mäusen auf den Menschen übertragbar sind. Dies bleibt unbekannt.

Die Referenzen unten verweisen auf die Primärliteratur zur NAD-Biosynthese, zur Redox-Enzymologie und zu den NAD+-verbrauchenden Enzymfamilien, und die Produktseite führt die für das Forschungsmaterial verfügbare analytische Dokumentation auf.